Игра цветов 7 белый цвет 10 icon

Игра цветов 7 белый цвет 10


Смотрите также:
Игра цветов 7 белый цвет 10...
Программа-клиент, для просмотра Web-страниц...
Сказка    А теперь послушаем сказку...
Каждый цвет определенным образом воздействует на человека. Действие цветов обусловлено...
Алгоритмы архивации с потерями...
Красный цвет в языковом сознании китайцев...
Вяртсильская средняя школа...
Игра красок и цветов… Бельгия и Голландия!...
Исследование пейзажа перед смертью Егора Прокудина...
Философия. Материалы по теоретической части курса Автор доц. Маслов Е. С...
Математическая игра...
О проведении запроса котировок цен...



Загрузка...
страницы: 1   2   3   4   5   6   7
вернуться в начало
скачать

^ 16. Многие ли растения содержат дубильные вещества

Для опыта нужны 5-процентный раствор хлорида или сульфата железа (II) или 10-процентный раствор железоаммиачных квасцов, спиртовка, пробирка, стеклянная палочка, предметное стекло, лист белой бумаги.

Качественной реакцией на наличие дубиль­ных веществ является почернение тканей при обработке разбавленными растворами солей железа, например, хлорида, сульфата желе­за, железоаммиачных квасцов.

Опыт можно провести 3 способами.

1 способ. 1—2 г растительного материала прокипятите в пробирке с 5—6 мл воды. При этом дубильные вещества переходят в раст-

49

вор. К вытяжке добавьте 1—2 капли хлорида железа.


// способ. Предметное стекло положите на

лист белой бумаги. На предметное стекло нане­сите каплю сока, выжатого из исследуемого растения, и прибавьте каплю соли железа.

/// способ. Приготовьте срезы исследуе­мого органа. На срез нанесите каплю соли железа.

Независимо от способа исследования при наличии в клетках дубильных веществ появ­ляется темное окрашивание. Хлорид железа и железоаммиачные квасцы дают темно-зеле­ное окрашивание, а сульфат железа (II) — черное.

Степень почернения выразите по трех­балльной системе (слабое, среднее и сильное), которая характеризует количество дубильных веществ в исследуемом органе. Результаты изучения оформите в виде таблицы:


Название растения


Орган растения


Почернение


сильное


среднее


слабое



Начинать работу лучше с растениями, содержащими много дубильных веществ (дуб, ива, каштан конский, щавель курча­вый), а затем перейти к исследованию других

растений.

Задание. Исследуйте, содержатся ли дубильные вещества в органах комнатных растений. Где их больше: в листе, стебле, корне, цветке?


^ 17. В какой части стебля накапливаются дубильные вещества

Для этого опыта понадобится микроскоп, 10-процентный водный раствор железоаммиачных квасцов или 5-процентный свежеприго­товленный раствор хлорида железа, острый нож, предметное стекло, молодые побеги ольхи клейкой, сосны и других растений.

Острым ножом или лезвием приготовьте тонкие срезы молодых побегов сосны и ольхи. Поместите срезы в раствор хлорида железа или железоаммиачных квасцов на 2—3 мин, промойте водой, поместите на предметное стекло, рассмотрите под микроскопом при малом увеличении. Клетки, содержащие ду­бильные вещества, окрашиваются в темно-зеленый цвет.

Хорошо заметно, что в стеблях сосны и ольхи больше всего дубильных веществ содер­жится в клетках коры и сердцевины.

Задание. Проверьте, есть ли дубильные вещества в стеблях и листьях ели, листвен­ницы, горца, ревеня.


^ ЗЕЛЕНЫЙ ЦВЕТ


Зеленые стебли, позеленевшие на свету клубни картофеля, зеленые плоды и, разуме­ется, зеленые листья своим цветом обязаны пигменту хлорофиллу (от греч. «хлорос» — зеленоватый, «филлон» — лист). В отличие от обширных групп антоцианов, каротиноидов,

51

флавонов и флавонолов, в клетках всех высших растений имеется только 2 формы хлорофил­ла— зеленый с синеватым оттенком, хлорофилл а и зеленый с желтоватым оттенком, хлоро­филл б. У некоторых водорослей в очень ма­лых количествах обнаружены еще 3 формы хлорофилла.

Других пигментов зеленого цвета у расте­ний нет, только у некоторых видов древесных растений слои старой древесины могут приоб­ретать зеленоватый оттенок в результате вза­имодействия дубильных веществ с солями железа.

Для листьев различного возраста, различ­ных видов растений характерно многообразие оттенков зеленого цвета. Объясняется это тем, что в формировании окраски листа принимают участие не только хлорофилл, но и другие содержащиеся в листе пигменты: желтые каротиноиды, красные антоцианы.

Убедиться в том, что в листьях зеленого цвета присутствуют и желтые пигменты мож­но, проделав следующий опыт.


^ 18. Какие пигменты содержатся в зеленом листе

Для опыта нужны свежие листья злаков или комнатных растений, 95-процентный эти­ловый спирт, бензин, ступка фарфоровая, пробирка, воронка, ножницы, фильтровальная бумага.

Прежде всего получите вытяжку пигмен­тов. Лучше, если вытяжка будет концентриро­ванной, темно-зеленой. Можно использовать листья любых травянистых, но удобнее всего

52

комнатных теневыносливых растений. Они мяг­че, легче растираются, содержат, как все те­невыносливые растения, больше хлорофилла. Хорошим объектом являются листья каллы (белокрыльника), аспидистры, пеларгонии. Менее пригодны для получения хлорофилльных вытяжек листья бегонии, содержащие в вакуолях много органических кислот, кото­рые при растирании листьев могут частично разрушить хлорофилл.

К измельченным листьям (для опыта до­статочно 1—2 листа пеларгонии) добавьте 5—10 мл этилового спирта, на кончике ножа СаСО3 (мел) для нейтрализации кислот кле­точного сока и разотрите в фарфоровой ступке до однородной зеленой массы. Прилейте еще этилового спирта и осторожно продолжайте растирание, пока спирт не окрасится в интен­сивно-зеленый цвет. Полученную спиртовую вытяжку отфильтруйте в чистую сухую пробир­ку или колбу.

Убедиться в том, что спиртовая вытяжка пигментов листа, помимо зеленых, содержит еще и желтые пигменты, можно 2 способами.

/ способ. На фильтровальную бумагу нане­сите стеклянной палочкой каплю полученной спиртовой вытяжки пигментов листа. Через 3—5 мин на бумаге образуются цветные концентрические круги: в центре зеленый (хлорофилл), снаружи—желтый (каротиноиды).

// способ. Полоску фильтровальной бумаги шириной примерно в 1 см и длиной 20 см погру­зите одним концом в пробирку с вытяжкой. Через несколько минут на бумаге появится зеленая полоса хлорофилла, а выше нее — желтые полосы каротиноидов (каротина и ксантофилла).

53

Разделение пигментов обусловлено их различной адсорбцией (поглощением в по­верхностном слое) на фильтровальной бума­ге и неодинаковой растворимостью в раство­рителе, в данном случае — этиловом спирте. Каротиноиды хуже, по сравнению с хлорофил­лом, адсорбируются на бумаге, больше раст­воримы в спирте, поэтому передвигаются по фильтровальной бумаге дальше хлорофилла.

Таким образом, в создании цвета листа участвуют 2 группы пигментов — зеленые

и желтые

Количество хлорофилла в сформировав­шихся листьях примерно в 3 раза выше, чем каротиноидов, поэтому желтый цвет каро­тиноидов маскируется зеленым цветом хлоро­филла

Количественное соотношение хлорофилла и каротиноидов непостоянно, зависит от воз­раста листа, физиологического состояния растений Если содержание хлорофилла уменьшается, листья приобретают желто-зеленый, желтый цвет.

Кроме описанных выше, существуют дру­гие методы разделения пигментов.


^ 19. Разделение пигментов по методу Крауса

Убедиться в том, что в спиртовой вытяжке наряду с хлорофиллом присутствуют желтые пигменты, можно, используя их различную растворимость в спирте и бензине.

Из пигментов группы каротиноидов в

54

хлоропластах находятся преимущественно желто-оранжевый каротин и золотисто-желтый ксантофилл. Все пигменты можно вы­делить из листа спиртом, но растворимость хлорофилла и каротина в бензине выше, чем в спирте. Ксантофилл в бензине не растворяется.

Для опыта нужны спиртовая вытяжка пигментов, бензин, пробирки, пипетка, цвет­ные карандаши.

В пробирку налейте 2—3 мл вытяжки, столько же бензина и 1—2 капли воды. Закрой­те большим пальцем пробирку, энергично взболтайте в течение 2—3 мин и дайте от­стояться.

Жидкость в пробирке разделится на 2 слоя; бензин, как более легкий, будет наверху, спирт — внизу. Оба слоя приобретут различ­ную окраску: бензиновый — зеленую, спир­товой — желтую

Желтый цвет спиртовому раствору при­дает пигмент ксантофилл.

В бензиновом слое находятся 2 пигмента: хлорофилл и каротин, который не заметен из-за интенсивно-зеленого цвета хлорофилла

Зарисуйте результаты опыта, отметив на рисунке расположение слоев растворителей и пигментов, которые в них растворены.

Убедиться в том, что в бензиновом слое действительно находится пигмент каротин, можно, проделав реакцию взаимодействия хлорофилла со щелочью.


^ 20. Действие щелочи на хлорофилл

По химическому строению хлорофилл представляет собой сложный эфир дикарбоновой кислоты хлорофиллина и двух спиртов —

55

метилового и фитола. При взаимодействии сложных эфиров со щелочами (реакция омы­ления) происходит разрыв сложноэфирных связей с образованием соли данной кислоты и спиртов. В результате реакции омыления хлорофилла образуется соль хлорофиллина и 2 спирта: метиловый и фитол.





Для проведения этой реакции нужны спиртовая вытяжка пигментов листа, бензин, 20-процентный раствор гидроксида натрия или гидроксида калия, пробирка

Налейте в пробирку 2—3 мл спиртовой вытяжки пигментов, добавьте 4—5 капель 20-процентного раствора щелочи, взболтайте смесь. Происходит реакция взаимодействия хлорофилла со щелочью. Цвет раствора не меняется, так как соли хлорофиллина имеют зеленую окраску.

Добавьте бензин, чтобы общий объем жидкости в пробирке увеличился в 2 раза, взболтайте и дайте отстояться.

Нижний спиртовой слой окрасится в зеле­ный цвет благодаря присутствию в нем натри­евой соли хлорофиллина, которая, в отличие от хлорофилла, в бензине не растворима. Здесь же, в спиртовом слое находится пиг­мент ксантофилл, но его окраска маскируется интенсивно зеленым цветом натриевой соли хлорофиллина.

56

Верхний слой бензина будет окрашен в жел­тый цвет пигментом каротином.

Опыты по разделению пигментов спир­товой вытяжки листа показывают, что она со­держит 2 желтых пигмента: каротин и ксан­тофилл. Количественное соотношение их в растениях примерно равное.

Итак, цвет листа зависит от сочетания и количественного соотношения желтых пиг­ментов каротиноидов (каротин, ксантофилл) и зеленого хлорофилла, изменяясь от желто-зеленого у молодых до интенсивно-зеленого у взрослых и ярко-желтого цвета у опадаю­щих осенних листьев. Но можно ли с уве­ренностью говорить, что хлорофилл — зеленый?


^ 21. Какого цвета хлорофилл

Цвет хлорофилла, как и любого окра­шенного вещества, обусловлен сочетанием тех лучей, которые пигмент не поглощает. В спектре поглощения света растворами хлоро­филла максимумы поглощения расположены в сине-фиолетовой (430 нм у хлорофилла а и 450 нм у хлорофилла б) и красной частях (660 нм у хлорофилла а и 650 нм у хлорофилла б). Эти лучи поглощаются хлорофиллом пол­ностью. Поглощение голубых, желтых, оран­жевых лучей определяется концентрацией хлорофилла в растворе: при\низких концент­рациях они поглощаются частично, при высо­ких могут быть поглощены полностью. Мини­мум поглощения лежит в зоне зеленых лучей. Совершенно не поглощается хлорофиллом только небольшая часть красных лучей, ко­торые в спектре

57

расположены на границе с инфракрасными лучами Это так называемые дальние красные лучи

Исследуйте зависимость цвета вытяжки от концентрации молекул хлорофилла в ней.

Для опыта нужна настольная лампа без абажура или фонарь, высокая пробирка, темно-зеленая спиртовая вытяжка пигментов, чер­ная бумага.

Пробирку, завернутую в черную бумагу, чтобы свет сбоку не попадал на раствор, по­местите над лампой Свет от лампы должен проходить через раствор хлорофилла снизу вверх Если смотреть в пробирку сверху, по­степенно добавляя в нее (не над лампой') ма­ленькими порциями раствор хлорофилла, мож­но наблюдать удивительную картину изме­нения окраски раствора от ярко-зеленой до вишнево-красной

Объясняется это тем, что по мере увеличе­ния высоты столба жидкости в пробирке из­меняются условия освещения молекул хлоро­филла, а следовательно, и поглощение ими света

Пока вытяжки в пробирке немного, она имеет в проходящем свете характерный для хлорофилла изумрудно-зеленый цвет, обу­словленный сочетанием непоглощенных зеле­ных, части голубых, желтых и дальних крас­ных лучей.

По мере увеличения количества хлорофилла в пробирке молекулы хлорофилла постепенно поглощают сначала голубые и желтые, а затем и зеленые лучи Остаются непоглощенными только дальние красные лучи Поэтому в очень большом слое раствор хлорофилла в проходящем свете имеет не зеленый, а вишне-

58

во-красный цвет (рис 7). Так иногда в густом лесу можно видеть красное свечение, исходя­щее из-под полога леса.

Этот опыт показывает, что зеленый цвет хло­рофилла — сочетание различных, проходящих через молекулу пигмента участков солнеч­ного спектра Измененный солнечный свет, в котором мало лучей, хорошо поглощаемых хлорофиллом,— одна из причин того, почему светолюбивые растения не могут жить под пологом других растений.




Рис 7. Поглощение света хлорофиллом в зависимости от концентрации пигмента:

а—в разбавленном растворе (поглощаются средняя часть красного и сине фиолетовая области спектра) цвет раствора же.лто-зеленый; б—в растворе повышенной концентрации (поглощаются голубые, желтые, оранжевые лучи) цвет раствора изумрудно-зеленый; в— в сильно концентрированном растворе (попощаются все видимые лучи солнечного спектра за исключением дальних красных лучей); цвет раствора вишнево красный.


Задание Проверьте, содержат ли хло­рофилл красные листья ирезинии, бегонии королевской и др. Для этого часть листа по­местите в пробирку, залейте водой и прокипя­тите до полного исчезновения красной окрас­ки Приготовьте спиртовую вытяжку пигмен­тов Сделайте выводы

59

^ 22. Взаимодействие хлорофилла с кислотой

Характерное для хлорофилла поглоще­ние света определяется химической структурой его молекулы. Система сопряженных двойных связей играет большую роль в поглощении сине-фиолетовых лучей. Присутствие магния в ядре молекулы обусловливает поглощение в красной области. Нарушение структуры, на­пример удаление из молекулы магния, приво­дит к изменению цвета хлорофилла. Удалить из хлорофилла магний можно, проделав реак­цию взаимодействия хлорофилла с кислотой.

Для опыта нужна спиртовая вытяжка хло­рофилла, 10-процентный раствор соляной кис­лоты, уксуснокислый цинк, спиртовка, пи­петка, 3 пробирки.

П
риготовьте спиртовую вытяжку хлоро­филла и разлейте в пробирки по 2—3 мл. Одна из пробирок контрольная. В две другие до­бавьте по 2—3 капли соляной кислоты. В результате взаимодействия хлорофилла с кислотой магний замещается двумя атомами водорода и образуется вещество бурого цвета — феофитин.


Одну из пробирок с феофитином оставьте для контроля, а в другую внесите на кончике ножа уксуснокислый цинк и нагрейте на водя­ной бане до кипения. Бурый цвет раствора

60

меняется на зеленый: вместо двух атомов во­дорода в молекулу входит атом цинка и зани­мает то место, где раньше был магний.

Вместо уксуснокислого цинка можно взять соли меди, ртути. Во всех случаях металл вхо­дит в ядро молекулы феофитина, восстанавли­вается металлоорганическая связь и зеленая окраска. Следовательно, цвет хлорофилла зависит от наличия металлоорганической связи в его молекуле.

Производные хлорофилла с цинком, медью или ртутью в природных условиях пока не обнаружены, а феофитин образуется в листьях, поврежденных заморозками, промышлен­ными кислыми газами, в процессе старения.


^ 23. Письмо на зеленом листе

Свойство хлорофилла изменять цвет под действием кислот можно использовать для написания текста на зеленом листе. Выше опи­сывалась методика нанесения рисунка на ле­пестки.

Для опыта нужны «чернила» — 10-про­центная соляная кислота, листья фикуса, палочка.

Заостренный конец палочки смочите со­ляной кислотой и нанесите на лист нужный текст. На зеленом фоне листа постепенно по­является надпись бурого цвета. Скорость изменения цвета в месте нанесения кислоты зависит от плотности покровов листа. По­явление бурой окраски обусловлено проник­новением кислоты внутрь клеток и образова­нием в них феофитина.

61

Газообразные выделения промышленных предприятий часто содержат сернистый ангид­рид SО2, который, проникая через устьица в листья, растворяется в цитоплазме клеток и образует сернистую кислоту Н23. Накоп­ление ее в больших количествах в цитоплазме вызывает разнообразные нарушения обмена веществ в клетках, в том числе и разрушение хлорофилла. Внешне такие повреждения мо­гут выражаться в появлении на листьях бурых пятен.

Задание. Сравните время «проявления» письма на листьях различных растений. С чем это связано?


^ 24. Образование колец отмирания на листьях

Образование феофитина в листьях мно­гих растений может происходить также и при нагревании листа выше 70—80 °С.

Для опыта нужны зеленые листья различ­ных растений, спиртовка, препаровальная игла, стеклянная палочка.

Пятикопеечную монету, закрепив так, чтобы не обжечься, нагрейте в пламени спиртовки. Горячую монету опустите на лист. Через несколько минут вокруг монеты появится бурое пятно неправильной формы, при этом часть листа непосредственно под монетой может остаться зеленой.


Рис. 8. Кольца отмирания.


Видоизмените опыт: прикоснитесь к листу концом сильно нагретой стеклянной палочки, либо проколите его раскаленной препаровальной иглой. Во всех случаях возникают свое­образные изменения окраски листа: зеленые круги с неровными бурыми кольцами. Наиболее наглядные результаты дают растения с кис­лой

62

реакцией клеточного сока.

Появление бурых колец обусловлено по­ступлением кислот клеточного сока из вакуо­лей в цитоплазму, а затем в хлоропласты. Под действием кислот происходит образование феофитина и появление бурого окрашивания. Поскольку химический состав листьев различ­ных растений имеет свои особенности, можно получить различные картины колец отми­рания (рис. 8).

Желтые, коричневые пятна отмирания по­являются на листьях и в природных условиях под влиянием сильного перегрева, засухи.

Задание. Получите кольца отмирания на листьях нескольких растений и сделайте гербарий.

63

^ 25. Получение отпечатков, фотографий с помощью раствора хлорофилла (по К. А. Тимирязеву)

Способность хлорофилла к поглощению света лежит в основе процесса фотосинтеза. Однако при высокой интенсивности освещения, особенно под влиянием ультрафиолетовых лучей, может происходить необратимое раз­рушение хлорофилла, которое приводит к обесцвечиванию, выцветанию его. Особенно быстро под действием солнечного света обесцвечивается выделенный из листьев хлоро­филл. На этом основан опыт К. А. Тимирязева, который был приведен в его знаменитой Крунианской лекции, прочитанной в 1903 г. в Лон­донском Королевском обществе: «Вот отпе­чаток листа папоротника, полученный при помощи хлорофилла. Лист был наложен на пластинку из коллодиума, окрашенного хло­рофиллом. После непродолжительной эк­спозиции на солнце все поле выцвело, а части, защищенные листом, сохранили свою ориги­нальную окраску. Изображение фиксирова­лось непродолжительным погружением в баню из медного купороса» (рис. 9).

Повторите опыт К. А. Тимирязева. Для его проведения необходима спиртовая вытяжка хлорофилла, коллодий или фильтровальная бумага, 10-процентный раствор медного ку­пороса CuSO4, лист растения.

Приготовьте спиртовую вытяжку пигмен­тов. Если нет коллодия, можно использовать фильтровальную бумагу. Пропитайте ее раст­вором хлорофилла и прикрепите лист растения, отпечаток которого вы хотите получить. Пе­ренесите в освещенное солнцем место.

64




Рис. 9. Отпечаток листа папоротника.


Через 1—2 ч под действием света проис­ходит обесцвечивание хлорофилла на участ­ках фильтровальной бумаги, незащищенных листом растения. Для закрепления изображе­ния опустите фильтровальную бумагу с отпечат­ком листа в горячий (50—60 °С) 10-процентный раствор CuSO4 на несколько минут.

Обесцвечивание хлорофилла при избытке света происходит в результате взаимодействия возбужденных светом молекул хлорофилла с кислородом и последующего необратимого окисления молекул пигмента. Необратимое фотоокисление хлорофилла происходит не только в условиях чрезмерно высокой интен­сивности освещения, но и при увеличении доли ультрафиолетовой радиации в потоке солнечного света. В природе такие условия бывают довольно часто, например, растения

65

Рис. 10. Колеус.


гор обитают в мощном потоке ультрафиоле­тового излучения. У этих растений в процессе эволюции возникли защитные механизмы в виде сопутствующих хлорофиллу пигментов (антоцианы, каротиноиды), которые поглоща­ют избыточную солнечную радиацию и превра­щают ее в тепло. Не случайно высокогорные растения содержат в листьях больше антоцианов, чем растения долин. Установить связь между количеством антоцианов в листе и условиями освещения достаточно легко. Для этого необходимы 2 растения колеуса гибрид­ного, можно взять 2 укорененных черенка (рис. 10). Одно растение поставьте на яркий солнечный свет, другое — в условия рассеян­ного освещения. На свету окраска листьев становится значительно

66

ярче, краснее, а при рассеянном освещении листья зеленеют. То же происходит и с фиолетовыми листьями традесканции зебровидной.


^ 26. Фотография жизнью (по К. А. Тимирязеву)

Название этого опыта, как и описание, даны К. А. Тимирязевым в его знаменитой книге «Солнце, жизнь и хлорофилл». Цель опыта — показать, что для образования хлорофилла в листе обязательно нужен свет.

Достичь цели просто: выращивая растения, клубни картофеля на свету и в темноте. Через 2—6 дней после начала прорастания сравните цвет проростков. Летом это сделать еще про­ще: достаточно рассмотреть траву под боль­шим камнем, доской, бревном. Она будет со­вершенно обесцвечена.

Климент Аркадьевич Тимирязев выбрал самый эффектный вариант. Вот описание опыта: «Всякий знает, что в темном погребе растение получается не зеленое, а бледно-желтое, этиолированное, как выражаются ботаники, таков, например, наш зимний салат-цикорий и т. д. Возьмем плоский деревянный ящик, на дно его положим кусок войлока и, посеяв по нему обыкновенный кресс-салат, оставим все в совершенной темноте. Кресс ско­ро вытянется и представит густую щетку — почти сплошную поверхность из своих первых, совершенно желтых листьев. Теперь выре­жем в листе картона сквозными буквами какое-нибудь слово (Тимирязев выбрал сло­во «свет») и, прибив гвоздиками этот картон к краям ящика, вынесем все на свет (но не

67


Рис. 11. Схема опыта К. А. Тимирязева.


на солнце). Через несколько часов, сняв картон, увидим на желтом фоне нашего газона из кресс-салата надпись, выступающую зеле­ными буквами» (рис. 11).

Четкий стиль изложения, умение простым, понятным языком объяснить научные поня­тия — характерная особенность работ К. А. Тимирязева.

Кресс-салат был выбран ученым за быст­роту прорастания, мелкость семядольных листочков, что важно для создания однород­ного фона. Вместо кресс-салата можно ис­пользовать семена быстро и легко прора­стающих растений: салата, горчицы, ржи, пшеницы.

Войлок был использован К. А. Тимирязевым потому, что хорошо впитывает воду, семена на нем лежат ровно, дружно прорастают. Его можно заменить несколькими слоями фильт­ровальной бумаги либо поролоновым матра­сиком.

Результаты опыта свидетельствуют, что без

68

света у покрытосеменных растений хлорофилл не образуется. В то же время хвойные, папо­ротники и многие зеленые водоросли способ­ны синтезировать хлорофилл в полной темноте. Биосинтез молекулы хлорофилла включает 15 последовательных реакций, одна из которых — присоединение 2 атомов водорода по месту разрыва двойной связи в четвертом пиррольном кольце — происходит на завершающей стадии биосинтеза хлорофилла. Поэтому для позеленения этиолированных проростков достаточно нескольких часов освещения.

Задание. Повторите опыт с проростка­ми салата или горчицы.


^ 27. Фотографии на листьях

Световая энергия, поглощенная пигмента­ми хлоропластов, расходуется на образование из углекислого газа и воды органического ве­щества. Используя четкие фотографические негативы, убедимся в том, что количество об­разующегося в листе крахмала пропорциональ­но количеству света, падающего на лист.

Для опыта нужны растения, накапливающие в листьях крахмал — примула, гортензия, фа­соль обыкновенная, настурция большая, четкий фотографический негатив, черная бумага, нож­ницы, пинцет, водяная баня, химический ста­кан, 95-процентный этиловый спирт, раствор йода в йодиде калия (раствор Люголя), чаш­ки Петри, лампа накаливания мощностью 100—200 Вт (или лампы дневного света).

Определить, подходит ли растение для опыта, можно пробой на крахмал. Для этого кусочек листа (взять во второй половине дня)

69

прокипятите в воде 2—3 мин, выдержите в го­рячем спирте до полного удаления хлорофилла из листа, промойте горячей водой и погрузите в раствор йода в йодиде калия, который готовят следующим образом: 2 г йодида калия раство­ряют в 10 мл воды, вносят 1 г кристалличе­ского йода, тщательно размешивают и дово­дят до 300 мл водой. Хранят в темном месте. Можно приобрести в аптеке готовый раствор Люголя, который включает те же компонен­ты, но в более высокой концентрации. Если под действием йода кусочек листа посинел, растение для опыта пригодно.

Важный этап опыта — предварительное обескрахмаливание листа. Обычно трех суток выдерживания растения в темноте достаточно для того, чтобы весь крахмал, находящийся в листьях, превратился в глюкозу и перешел из листьев в другие органы. Скорость передвиже­ния органических веществ по растению до­статочно велика—до 1 м/ч. Проще поместить в темное место все растение, но длительное пребывание без света для растения неблаго­приятно. Поэтому лучше склеить темные вну­три и светлые снаружи (для отражения света) пакетики и изолировать отдельные листья (лучше молодые). Во многих случаях обескрах­маливание идет быстрее, чем за трое суток. В связи с этим можно закрыть пакетиками на 3 листа больше, чем планируется сделать фотографий. Через 12, 24 ч затемнения мож­но сделать пробу на крахмал и приступать к опыту.

На верхнюю сторону листа наложите фото­графический негатив эмульсией вверх, а ниж­нюю сторону тщательно закройте черной бумагой (бумагу и негатив можно по краям сшить).

70

В осенне-зимний период естественного освещения для интенсивного фотосинтеза явно недостаточно. Поэтому для получения хорошего отпечатка на листе, его надо допол­нительно освещать. Лампа не должна распо­лагаться слишком близко к листу (темпера­тура вблизи листа 25—30 °С). Негатив должен плотно прилегать к поверхности листа и равно­мерно освещаться лампой. 3—6 ч освещения обычно достаточно для накопления крахмала в экспериментальном листе.

Методика «проявления» фотографии обыч­на: пакет снимите, лист опустите на 2—3 мин в кипяток, затем выдержите в горячем спирте до полного удаления хлорофилла (стаканчик со спиртом нагревать только на водяной бане!). Промойте горячей водой, осторожно положи­те в чашку Петри или тарелку и залейте раст­вором йода. После появления изображения раствор слейте, промойте лист холодной водой и просушите фильтровальной бумагой.

На свету даже у высушенного отпечатка окраска постепенно светлеет, выгорает, но ее можно восстановить, вновь обработав лист раствором йода.


^ 28. Окрашивание цветков искусственными красителями

Применив ряд искусственных красителей, можно придать лепесткам цветков необычную для данного вида расцветку.

Для опыта нужны белые или окрашенные в светлые тона цветки различных видов рас-

71

тений (например, нарциссы, сирень обыкно­венная, жасмин садовый (чубушник), виола трехцветная), красители: эозин, метиленовый синий, малахитовый зеленый, метиловый фио­летовый, либо содержащие данные красители красные, зеленые, синие, фиолетовые, черные чернила «Радуга-2», пробирки, штатив для пробирок.

Приготовленные для окрашивания цвет­ков растения погрузите в пробирки с разбавлен­ными растворами красителя. Начинать ра­боту лучше с красных чернил, которые содер­жат краситель эозин. Эозин способен быстро (через 15—30 мин) проникать в лепестки, окрашивая их в розовые и красные тона. Пер­воначально краситель накапливается в сосудах, благодаря чему становится заметной густая сеть жилок, пронизывающих лепестки. Посте­пенно, по мере того как краситель из сосу­дов начинает проникать в клетки, лепестки окрашиваются полностью (рис. 12, а).

Используя чернила других цветов, можно белые лепестки превратить в синие, даже зеленые, что для мира растений — редкость.

Если несколько видоизменить опыт, мож­но получить цветки или соцветия причудливой мозаичной окраски. Для этого расщепите вдоль стебель соцветия или цветоножку. Од­ну половину стебля погрузите в пробирку с раствором красителя, например эозина, а вто-

72




Рис. 12. Цветки-химеры.


рую — в пробирку с водой. В этом случае в красный цвет окрасится только часть соцве­тия или цветка. Мозаичное окрашивание хорошо удается на соцветиях белой сирени, жасмина садового, рябины обыкновенной (рис. 12, б).

На окрашенных лепестках видно, что входя­щие в них проводящие пучки (жилки) раз­личным образом ветвятся, между ними обра­зуются перемычки. Благодаря густой сети проводящих пучков любая клетка лепестка оказывается близко от источника воды. По мере накопления красителя можно рассмот­реть окончания отдельных тонких жилок.

Вода из сосудов легко поступает в близ­лежащие клетки, но проникновение в них растворенных в воде веществ определяется свойствами наружной мембраны клеток. По-

73

этому, помещенные в растворы различных красителей, цветки одного и того же вида рас­тений будут окрашиваться с различной ско­ростью. Быстро поступает в клетки красный эозин, значительно медленнее — метиловый фиолетовый. В процессе старения клеток про­ницаемость мембран возрастает, поэтому ско­рость окрашивания цветков зависит еще и от их возраста. Например, в одном из опытов цвет­ки маргаритки многолетней, находившиеся в растворе зеленых чернил (разбавление 1:2), окрасились в зеленый цвет только на седьмой день.

Передвижение воды вверх по сосудам рас­тений происходит благодаря процессу ис­парения воды с поверхности листьев, лепест­ков. Поэтому скорость движения воды может колебаться от 0,1 до 100 м/ч в зависимости от вида растения и условий внешней среды. Ис­пользуя эозин, можно определить скорость передвижения воды по стеблю или цветоножке. Для этого в раствор красителя нужно опу­стить только нижнюю часть стебля, измерить расстояние от уровня красителя до цветка и определить время, необходимое для появления красителя в лепестках.

Задание. Определите скорость передви­жения различных красителей по стеблю нивя­ника обыкновенного (составьте букет из розо­вых, голубых, зеленоватых ромашек), сравните скорость движения воды по сосудам при раз­личных погодных условиях.


^ РОСТ РАСТЕНИЙ


Ростовые явления у растений проявляются прежде всего в образовании новых органов, тканей, клеток и их компонентов. В отличие от животных, рост растений продолжается в тече­ние всей их жизни. Неограниченность роста обусловлена тем, что, в отличие от других орга­низмов, деление клеток у растений приурочено к определенным зонам, называемым меристе­мами (от греч. «меристес»—делитель). В ме­ристемах происходит не только деление клеток, но и образование зачатков органов. За счет деления клеток верхушечных меристем проис­ходит рост стебля и корня в длину,образование листьев, цветков. Боковые меристемы обеспе­чивают рост осевых органов в толщину У зла­ков рост стебля обусловлен делением клеток вставочных меристем, расположенных в осно­вании междоузлий

Характерной чертой роста растения яв­ляется его неравномерность, периодичность. Рост клеток растений включает несколько следующих друг за другом процессов: фазы деления, растяжения и дифференциации.

Фаза деления (эмбриональная фаза) про­ходит в зоне меристем. Образующиеся в ре-

75

зультате деления дочерние клетки первоначаль­но имеют размеры вдвое меньше материнской, но затем быстро растут за счет увеличения объема цитоплазмы.

Часть клеток, образовавшихся в процессе деления, остается меристематическими, а ос­тальные переходят в фазу растяжения. Ха­рактерной особенностью фазы растяжения является быстрое увеличение объема клеток, например, за 1 ч клетка может увеличиться в размерах в 2 раза. Увеличение объема кле­ток связано с поглощением больших коли­честв воды и формированием вакуолей. К кон­цу фазы растяжения размеры клетки увеличи­ваются по сравнению с эмбриональной фазой в десятки раз.

Постепенно растяжение замедляется, и клетки переходят к третьему этапу жизнедея­тельности — дифференциации, в ходе которого происходит их узкая специализация. Из внешне однородных клеток меристем формируются покровные, проводящие, паренхимные, эмбри­ональные, механические клетки, совокуп­ность которых образует соответствующие ткани растений.

Таким образом, изменение размеров кле­ток идет неравномерно: сначала (эмбриональ­ная фаза) медленно, размеры клеток после деления увеличиваются только в 2 раза, за­тем очень быстро (фаза растяжения) и вновь замедление вплоть до полной остановки роста (фаза дифференциации). Графически рост клетки описывается в виде S-образной кривой, иначе называемой большой кривой роста

(рис. 13).

Рост клеток происходит -под контролем гормонов и регуляторов роста негормональ­ной

76




Рис. 13. Большая кривая роста (фазы):

1 — медленного роста, 2 — быстрого роста, 3 — замед­ления (переход клеток в фазу дифференцировки), 4— стационарная, свидетельствующая о прекращении роста.


природы. К гормонам растений относят вещества, которые синтезируются и функцио­нируют в растениях в микроколичествах, при этом место синтеза гормонов и место их регуляторного воздействия пространственно разоб­щены. Например, гормон цитокинин, который синтезируется в клетках корня,

77

перемещается по сосудам в клетки стебля, листьев, цвет­ков. У растений нет определенных органов или желез, аналогичных железам внутренней секреции животных, синтезирующим и проду­цирующим гормоны. Гормоны растений обра­зуются преимущественно в местах активного деления клеток: в верхушках корней и стеблей, в молодых листьях, почках, растущих плодах.

В зависимости от влияния, оказываемого гормонами на рост растений, выделяют гор­моны — стимуляторы роста (ауксин, цитокинины, гиббереллины) и гормоны — ингибиторы роста (абсцизовая кислота, этилен). В регуля­ции участвуют и вещества негормональной природы, например входящая в группу фенольных ингибиторов салициловая кислота.

Ауксин синтезируется в верхушечных ме­ристемах побегов и корней, молодых листьях, зародышах семян. В эмбриональной фазе аук­син стимулирует деление клеток, а затем их растяжение, регулирует передвижение пита­тельных веществ в растении. Увеличение ко­личества ауксина в растущих клетках уве­личивает приток к ним питательных веществ, что приводит к усилению роста клеток.

Гиббереллины синтезируются в меристематических тканях тех же органов, что и ауксин. Совместно с ауксином гиббереллины регули­руют процесс растяжения клеток, активизи­руют деление и дифференцировку. Им принад­лежит главная роль в регуляции прорастания семян.

Основное место синтеза цитокининов — верхушки корней, откуда они перемещаются по растению с током воды. Цитокинины непо­средственно регулируют процесс деления

78

клеток. Активизируя синтез белков и нукле­иновых кислот, цитокинины задерживают старение клеток.

Ингибиторы замедляют рост растений, по­давляя процессы деления и растяжения клеток.

Этилен подавляет растяжение клеток, блокирует передвижение ауксина. Накопле­ние этилена в значительных количествах уско­ряет старение клеток листьев, плодов, цвет­ков. Он играет важную роль в регуляции со­зревания плодов, опадении листьев.

Действие абсцизовой кислоты так же, как и этилена, проявляется в торможении роста. Она вызывает покой почек, опадение листьев.

Координация ростовых процессов основана на сбалансированном совместном действии стимуляторов и ингибиторов роста растений.


^ 29. Периодичность роста древесных побегов

Общим законом роста растений является его неравномерность, или периодичность, обусловленная внутренними процессами.

Изучите проявление.этого закона на при­мере роста побегов.

Для опыта нужны побеги деревьев, напри­мер тополя, линейка. Опыт лучше проводить

осенью или зимой, после полной остановки роста побегов.

Измерьте длину междоузлий, а также дли­ну побега от его основания до каждого меж­доузлия.

При измерении стебля важно не упустить сближенные узлы с неразвивающимися поч­ками у основания и на верхушке побега.

Результаты измерений запишите в таблицу:

79

Номер междоузлия от основания побега


1


2


3


4


5


6


7


8


9


10 ...


Длина междоузлия, см
































Длина побега, см

































В большинстве случаев имеет место четко выраженная периодичность роста. Она проявляется в том, что междоузлия, образую­щиеся по мере нарастания побега, имеют не­одинаковую длину: увеличиваясь от основания к середине, длина достигает максимума, а к верхушке побега опять уменьшается.

На основании полученных данных пост­ройте кривые роста междоузлий и побега. Для этого по оси ординат отложите длину междоузлий и длину побега, по оси абсцисс — номера междоузлий, считая от основания по­бега. Построенные кривые показывают, что рост побега происходит неравномерно. Вначале наблюдается медленный рост, затем он увели­чивается и наконец снова замедляется и пре­кращается.

Кривая роста междоузлий, характери­зующая периодичность их роста, будет иметь одновершинную, почти симметричную форму.

Вы изучили особенности роста только од­ного органа растения — побега. Но они явля­ются общими для ростовых процессов как всего растения в целом, так и других органов и тка­ней. Ведь в основе роста лежит рост состав­ляющих их клеток. Общий характер кривых роста был установлен немецким ученым Ю. Саксом.

80

Задание. Сравните форму кривой рос­та побегов тополя с большой кривой роста. Сделайте выводы.

Замедление и полное прекращение роста растений в природных условиях часто совпа­дает с наступлением неблагоприятных внешних условий, но обусловлено прежде все­го внутренними факторами: изменением уров­ня нуклеиновых кислот в точках роста, соот­ношением гормонов и ингибиторов роста. В тропиках, где годовые колебания температуры незначительны, практически все растения имеют периодическую приостановку роста.

Очевидно, рост растений можно регулиро­вать искусственно.


^ 30. Выращивание растения с 2 стеблями из 1 семени

Обычно прорастающие семена двудольных растений образуют 1 побег, развивающийся из зародышевой почки.

Для получения растений с 2 стеблями нуж­ны семена гороха посевного, 2 горшка с почвой, ножницы.

В горшки посейте по 5—6 семян гороха, близко к поверхности.

Когда семена дадут всходы, в одном горш­ке срежьте стебельки у самой поверхности почвы таким образом, чтобы удалить ту часть стебля, на которой находятся прилистники. От стебля останется только короткий пенек.

Через несколько дней у опытных растений вместо удаленного главного побега вырастают 2 боковых, у контрольных растений продолжает расти 1 главный побег. Выкопайте несколько опытных растений и убедитесь, что боковые побеги выросли из пазух семядолей. Выко­пав и раздвинув семядоли нескольких конт­рольных растений, убедитесь, что в их пазухах также имеются почки, но они находятся в состо­янии покоя.

После появления первого листа обрежьте у части опытных растений верхушку стебля, оставив прилистники. Вскоре из почек, нахо­дящихся в пазухах прилистников, начнут раз­виваться боковые побеги. Образуются двусте­бельные растения.

У опытных растений еще раз обрежьте верхушки обоих стеблей. Таким образом можно получить уже растения с 4 стеблями.

Опыты показывают, что у основания (в пазухах) всех листьев имеются покоящиеся почки, которые трогаются в рост после удаления части побега с верхушечной почкой. Торможе­ние роста боковых почек ростом верхушеч­ной — проявление так называемых ростовых корреляций. Ростовые корреляции могут быть как отрицательными, так и положительными. При положительной корреляции рост одного органа ускоряется другим, такие взаимоотно­шения характерны, например, для корневой системы и надземной части растений. Тор­можение роста боковых почек верхушечной — пример отрицательной корреляции. Она име­ет гормональную природу и обусловлена коли­чественным распределением гормона ауксина. Основной источник ауксина в побеге — актив­но делящиеся клетки верхушечной почки, от­куда он перемещается вниз по побегу и накап­ливается в боковых почках в избыточном, тор­мозящем рост количестве. При удалении вер-

82

хушки побега концентрация ауксина в боко­вых почках снижается до оптимальной и почки трогаются в рост.

Это явление широко используется в расте­ниеводстве при формировании крон деревьев и кустарников. В парках, на площадях часто можно видеть живые изгороди, которым ис­кусной стрижкой придана причудливая фор­ма. При стрижке удаляются верхушечные почки всех побегов, в результате происходит пробуждение большого количества спящих почек, развитие боковых побегов, которые и придают подстригаемому кусту форму и плот­ность.

Задание. Попробуйте вырастить капу­сту с 2 кочанами.


^ 31. Причудливые стебли

Для того чтобы получить растения с при­чудливой, искривленной формой стебля, нужно создать такие условия, при которых рост кле­ток одной стороны стебля будет происходить быстрее, чем другой. Добиться этого можно 2 способами: либо искусственно увеличить в клетках одной стороны содержание ауксина, который регулирует интенсивность растяжения клеток, либо несколько раз изменить положе­ние растения в пространстве, что также при­водит к неравномерному распределению аукси­на в клетках верхней и нижней сторон стебля.

Опробуйте оба способа.

Для опыта нужны травянистые, растения, обладающие хорошим вертикальным ростом, например, бобы конские, фасоль посевная, кар-

83

тофель, молодые растения колеуса гибридного, 0,1-процентный раствор ауксина, ланолин.

/ вариант — с ауксином.

Марлевый или ватный тампон смочите раствором ауксина и привяжите к части стеб­ля непосредственно под верхушечной почкой, где начинается зона растяжения. Во избежа­ние высыхания тампон смажьте вазелином или кремом.

Вместо тампонов можно приготовить ауксиновую пасту. Для этого 10 мл 0,1-про­центного раствора ауксина смешайте с 10 г (2 чайные ложки) paсплавленного на водяной бане ланолина. Размешивайте стеклянной па­лочкой не менее 10 мин до получения однород­ной эмульсии. Ланолин имеет желтоватый цвет, но после растирания становится белым. Вместо ланолина можно взять любой крем, например детский (ланолин составляет жи­ровую основу всех кремов). Хранится паста в холодильнике.

Нанесите ауксиновую пасту на одну из сторон стебля проростка фасоли. Ауксин легко поступает в клетки и ускоряет их рас­тяжение. В результате обработанная сторона становится немного длиннее необработанной, что приводит к изгибу стебля. Чтобы добиться кольцевого изгиба, надо заставить стебель совершить еще 2 поворота — вниз, а затем вверх. Поэтому накладывать тампоны или пасту придется несколько раз.

// вариант — без ауксина.

Получить кольцевой изгиб стебля можно, используя способность главного стебля расти вертикально вверх. Для проведения этого опыта можно использовать проростки бобов

84

или фасоли, колеус гиб­ридный. Удобнее, если они будут посажены в горшок прямоугольной формы. Положите гор­шок так, чтобы стебель растения оказался в горизонтальном поло­жении. Спустя несколь­ко дней верхушка стебля изогнется, и он снова примет вер­тикальное положение. Таким образом у ра­стения формируется первый изгиб. Посте­пенно в этой части стебля клетки закан­чивают рост, одревесневают, изгиб закреп­ляется. Еще раз переверните горшок с расте­нием таким образом, чтобы стебель вновь ока­зался в горизонтальном положении. Через сутки верхняя часть стебля снова окажется изогнутой вверх, но четко обозначенный изгиб сформируется через несколько дней.

Еще раз переверните растение таким обра­зом, чтобы растущая верхняя часть стебля ока­залась в горизонтальном положении. Верхуш­ка стебля вновь изогнется вверх, завершая формирование кольцевого изгиба стебля.

Таким образом, перемещение стебля в гори­зонтальное положение оказывает такое же влияние, как одностороннее нанесение пас­ты с ауксином. Объясняется это тем, что в ре­зультате любого отклонения

85

главного стебля от вертикального положения в нем происхо­дит перераспределение содержащегося в клет­ках эндогенного ауксина. В результате увели­чивается количество гормона в клетках ниж­ней стороны горизонтально расположенной части стебля, происходит усиление их роста и изгиб стебля вверх.

Задание. Осуществите в домашних ус­ловиях кольцевой изгиб стебля пеларгонии или бальзамина.


^ 32. Березовый сок и старение растений

Место синтеза цитокининов — верхушки корней, откуда гормоны роста по сосудам вме­сте с током воды поднимаются в надземную часть растений. Одно из проявлений действия цитокининов — повышение устойчивости кле­ток растений к действию неблагоприятных факторов, торможение старения клеток, в том числе и клеток лепестков венчика. Естествен­ным источником цитокининов является пасо­ка — раствор минеральных и органических ве­ществ, перемещающихся из корня в надзем­ную часть растений по сосудам. Например, в пасоке винограда обнаружено 5 различных цитокининов.

Изучите влияние цитокининов березового сока на процесс старения срезанных цветков или листьев.

Для опыта нужны 100—200 мл свежего бе­резового сока, молодые цветки фиалки узамбарской или других растений, несколько отде­ленных от растения листьев, например пелар­гонии зональной.

86

Несколько молодых цветков фиалки и листьев пеларгонии поместите в стакан или пробирку с березовым соком. Контрольную группу рас­тений поместите в раствор сахара (2 г на 100 мл), так как в пасоке березы содержание Сахаров составляет около 2%. Для предотвра­щения развития гнилостных бактерий можно добавить поваренную соль из расчета 1 чай­ная ложка соли на 1 л раствора.

Продолжительность жизни срезанных цвет­ков фиалки под действием цитокининов бере­зового сока увеличивается на 3—5 дней, листья пеларгонии остаются зелеными еще дольше.

Старение лепестков, листьев связано с по­степенным накоплением в них ингибитора роста этилена, что приводит к нарушению проница­емости мембран клеток, усилению распада белков, а в листьях и хлорофилла.

Поступающие в лепестки и листья цитокинины тормозят синтез этилена, что приводит к увеличению продолжительности цветения, сохранению зеленого цвета листьев.

Задание. Исследуйте, какое действие оказывает пасока березы на цветки и листья различного возраста.


^ 33. Салициловая кислота — ингибитор роста растений

Широко известно применение салицило­вой кислоты и ее производного — ацетилсалициловой кислоты (аспирина) в медицине. Впервые салициловая кислота была выделена из коры и листьев ив (от лат. «саликс» — ива), где содержится в значительных коли­чествах. Кроме ивы, салициловая кислота выделена из стеблей злаков, корней томатов,

87

мякоти плодов лимона, земляники, абрикоса. Ее широкое распространение обусловлено тем, что она обладает свойствами ингибитора роста. Изучим влияние салициловой кислоты на рост корня и стебля.

Для опыта нужны: раствор салициловой кис­лоты (50 мг на 100 мл), 3—6 чашек Петри, семена однодольных растений, например ку­курузы, и двудольных, например огурцов посев­ных, линейка.

Семена разместите в 3 чашках Петри по 10 штук в каждой. Для большей досто­верности проведите опыт в двух-, трехкратной повторности.

В первую чашку налейте 10 мл воды, во вторую 5 мл воды и 5 мл приготовленного раст­вора салициловой кислоты, что соответствует концентрации 0,025%, в третью — 10 мл ис­ходного раствора салициловой кислоты (кон­центрация 0,05%). Закройте чашки Петри крышками и поставьте на проращивание в теп­лое (25—30 °С) место. Через неделю измерьте длину корней и стеблей у проростков, подсчи­тайте среднюю длину корня и стебля в каж­дом варианте, данные занесите в таблицу. Результаты опыта свидетельствуют, что сали­циловая кислота, особенно в высоких дозах, замедляет как прорастание семян, так и рост корня и стебля (рис. 15). Например, в одном из опытов при повышении концентрации сали­циловой кислоты до 0,05% рост корня прекра­щается сразу после наклевывания, точки роста чернеют. В растворе наполовину мень­шей концентрации корни у проростков вырас­тают в 4 раза короче, чем в контроле. Тормо­зящее действие салициловой кислоты на рост

88

корня выражено зна­чительно более отчет­ливо, чем на рост стебля. Корень про­являет в 2—3 раза большую чувствитель­ность к ингибитору, чем стебель. Тормо­зящее действие сали­циловой кислоты свя­зано с подавлением в клетках синтеза ряда витаминов, хлорофил­ла, белков, процессов дыхания и фотосинтеза. Салициловая кис­лота относится к до­вольно обширной груп­пе природных негормо­нальных ингибиторов роста.

^ 34. Влияние ростовых веществ дрожжей на укоренение черенков

Наряду с ингибиторами роста в группу не­гормональных регуляторов входят также ве­щества, стимулирующие рост: витамины, некоторые фенольные соединения, напри­мер, кофейная, феруловая кислоты. Изучи­те влияние комплекса витаминов, содер­жащихся в клетках дрожжей, на укорене­ние черенков.

Для опыта нужны черенки различных видов растений, дрожжи, фильтровальная бумага, мерный цилиндр на 500 мл.

89

Рис. 15. Действие салициловой кислоты на рост проростков дыни:

а — контроль, б — кислота. 200 мкг/мл. в — кислота, 500 мкг/мл


Приготовьте раствор дрожжей концентрацией 100 мг/л. Черенки, например, пеларго­нии зональной, разделите на 2 группы. Одну группу (контроль) поместите на сутки в воду, а вторую (опытные растения) — на такой же срок в раствор дрожжей. Через сутки черенки достаньте из раствора дрожжей, обмойте во­дой и перенесите в сосуд, заполненный напо­ловину водой. Чтобы вода не застаивалась, в сосуды с контрольными и опытными черен­ками поместите несколько кусочков древес­ного угля. Черенки должны находиться в сосудах с водой до появления корней у расте­ний обоих вариантов. В таблице для подведения итогов отметьте дату появления корней и число их к концу опыта.

Результаты опыта показывают, что ве­щества, выделяемые дрожжевыми клетка­ми в воду, ускоряют появление корней на 10—12 дней и увеличивают их число в 2—10 раз.

Использование раствора дрожжей позво­ляет ускорить корнеобразование у растений с трудноукореняющимися черенками, напри­мер, лимона, роз, сирени.

Ускорение корнеобразования обусловле­но выделением в воду из дрожжевых клеток витамина b1, биотина (витамина Н), а также спирта мезоинозита. Витамины, входя в состав различных ферментов, усиливают действие фитогормонов, что приводит к усилению процес­сов регенерации в черенках опытных растений.

90

^ 35. Влияние качества света на рост растений

Стимулятором или ингибитором роста рас­тений может быть и свет. Большое значение имеет качественный, спектральный состав све­та. В солнечном спектре выделяют обычно 6 участков, имеющих различную окраску: фиоле­товый, синий, зеленый, желтый, оранжевый, красный. Рассмотрим влияние на рост расте­ний синего, зеленого, красного света.

Для опыта нужны растения салата листо­вого, редиса посевного, укорененные черен­ки бегонии вечноцветущей, камнеломки отпрысковой, хроматические камеры (50х50х х50 см), стержни к шариковым ручкам (си­ние, зеленые, красные), ацетон, небольшие по­ролоновые тампоны для окрашивания стекол.

Для изучения роста растений в условиях освещения красным, зеленым, синим светом необходимы 4 хроматические камеры, про­пускающие свет определенных спектральных участков. В качестве хроматической камеры можно использовать готовые стеклянные аква­риумы, либо изготовить их на основе деревян­ного каркаса из стекла. Использовать аквари­умы в качестве хроматических камер лучше в том случае, если опыт проводится в лабора­тории. При проведении опыта в полевых усло­виях нужны специальные хроматические ка­меры (рис. 16), в которых предусмотрена система вентиляции.

Окрасить стекла можно пастой шариковых ручек, которую слегка разводят ацетоном и наносят на стекла поролоновым тампоном.

91

В опыте 4 варианта: I — растения, выращиваемые под сини­ми стеклами, II — под зелеными, Ill — под красными, IV — под неокрашенными (конт­роль). В каждую камеру помещают по 3 растения.

Растения в фазе проростков или неболь­шие укорененные че­ренки бегонии вечноцветущей накройте хроматическими каме­рами. Через 1—2 ме­сяца сравните длину главного побега, сред­нюю длину междоуз­лий, количество и размеры листьев.




Рис. 16. Хроматическая камера (вид в разрезе):

1 — навесы из полосок клеенки, 2 — цветное стекло, 3 — щели для вентиляции


Наблюдения показывают, что растения, выросшие под красным, зеленым, синим свето­фильтром, отличаются по скорости развития и формирования стебля и листьев от рас­тений, находившихся при естественном ос­вещении или в камере с неокрашенными стеклами.

Синий свет вызвал торможение роста стеб­ля, но не оказал влияния на количество и площадь листьев. Зеленый свет способствовал вытягиванию стеблей. Растения этого вариан­та имели мало листьев, площадь их пластинок уменьшилась. При освещении красными луча­ми тоже наблюдалось усиление линейного рос­та, уменьшение площади листьев, быстрое от­мирание нижних

92

листьев. Растения контрольного варианта, освещавшиеся естественным солнечным светом, по длине стебля занимали промежуточное положение между растения­ми, выросшими на синем и красном свету, но имели более развитую листовую поверхность, большее количество цветков.

Результаты опыта свидетельствуют, что условия освещения оказывают регуляторное воздействие на рост растений (рис. 17).

При анализе результатов опыта необходимо учитывать, что свет в жизни растений выпол­няет 2 важные функции: энергетическую и регуляторную. Энергия света, поглощенного хло­рофиллом и вспомогательными пигментами (у высших растений—каротиноидами), расходуется в процессе фотосинтеза на обра-


Рис. 17. Растения гороха, развивающиеся одинаковое количество времени в белом (а), синем (б) и оранжевом (в) свете

93

зование органических веществ из неорганиче­ских. Максимумы поглощения света хлорофил­лом расположены в сине-фиолетовой и красной частях спектра, каротиноидов — в синей. Накопление органического вещества прямо пропорционально количеству поглощенной све­товой энергии, поэтому освещение растений зелеными лучами, мало поглощаемыми хлоро­филлом, неблагоприятно для фотосинтеза и образования необходимых для ростовых про­цессов органических веществ.

Вторая функция света — регуляция про­цессов роста и развития. В этом случае свет поглощается не хлорофиллом, а другими пиг­ментами: синий свет—флавинами, красный— фитохромом.

Реакции фоторегулирования могут осущест­вляться с помощью очень малого количества пигмента, поглощающего ничтожную часть падающего солнечного излучения. Влияние света на онтогенез растений многообразно. Он регулирует прорастание семян, образо­вание листьев, корней, цветков, листопад, пере­ход почек в состояние покоя. Синие, фиолето­вые, ультрафиолетовые лучи стимулируют процессы деления клеток, но подавляют их рост в фазе растяжения, что приводит к за­держке роста растений в высоту. Подавление растяжения клеток обусловлено, с одной сто­роны, сильным возрастанием количества ин­гибиторов роста, а с другой,—уменьшением содержания ауксинов в результате его фото­разрушения. Поэтому растения, выращенные в условиях освещения исключительно синим светом, имеют приземистую, часто розеточную форму.

94

Оконное стекло задерживает ультрафиоле­товые лучи. Поэтому растения, выросшие в хроматической камере с неокрашенными стек­лами, имеют более вытянутые стебли по сравнению с растениями, растущими вне камеры.

Красный свет подавляет процессы деления клеток, но стимулирует их растяжение. Это приводит к усилению линейного роста растений, вытягиванию стеблей и междоузлий. Растения, выращенные на красном свету, могут внешне напоминать этиолированные, т. е. выросшие без света растения.

Зеленые лучи тоже выполняют опреде­ленные функции в образовании и активации ферментов. Поэтому гармоничный рост расте­ний возможен только в условиях освещения белым светом, который, как известно, содер­жит все участки солнечного спектра, от ульт­рафиолетового до дальнего красного: фиоле­товый, синий, голубой, зеленый, желтый, оран­жевый, красный.

Оптимальные для роста растений соотно­шения красного и синего света в общем светопотоке могут несколько меняться в зависи­мости от вида и возраста растений. Из­вестно, например, что крестоцветные более требовательны к синему цвету, а злаки — к красному.

При культивировании растений в условиях искусственного освещения (светокультура рас­тений) регуляция спектрального состава и интенсивности света дает возможность управлять формированием урожая.

95

^ 36. Тормозящее влияние света на рост растений

Изучите скорость роста растений в тече­ние суток. Для опыта нужны семена гороха посевного, подсолнечника, клубни кар­тофеля, линейка.

В горшках с почвой вырастите в темноте проростки гороха, подсолнечника, картофеля. Когда ростки достигнут 3—4 см, точно измерь­те их длину и утром выставьте на свет. Чем интенсивнее освещение, тем нагляднее будут результаты. Через 9—12 ч снова измерьте дли­ну проростков и на ночь поставьте в темное место. Утром растения измерьте и выставьте на свет. Наблюдения за ростом растений в дневное и ночное время проведите в течение нескольких дней. На основе полученных данных постройте кривую суточной периодичности роста растений. Для этого на оси абсцисс от­метьте время измерения длины растений (с указанием часа суток), а на оси ординат — прирост стебля в длину.

Результаты опыта показывают, что в ночное время рост проростков идет быстрее, чем днем.

Тормозящее действие света на рост расте­ний обусловлено его влиянием на количествен­ное соотношение гормонов в растении. На свету происходит частичное разрушение аук­синов и подавление синтеза гиббереллинов. Это приводит к снижению их количества днем и возрастанию в ночное время суток. Одновре­менно на свету возрастает количество абсцизовой кислоты, ингибирующей деление и рас­тяжение клеток.

96

Задание. Понаблюдайте за ростом ка­кого-либо растения на клумбе или огороде. Определите средний прирост за день и за ночь.


^ 37. Влияние табачного дыма на рост растений

Загрязнение воздуха, в том числе табачным дымом, оказывает отрицательное воздействие на рост растений, особенно выраженное у моло­дых особей.

Для опыта нужны семена гороха посевно­го, бобов, 3 чашки Петри, 3 стеклянных колпа­ка и пластинки из стекла в качестве подставок под колпаки, табак, чашечки для его сжига­ния.

В чашках Петри разложите на увлажнен­ной фильтровальной бумаге, которую можно предварительно сложить в виде гармошки, по 10 семян гороха посевного. После прораста­ния семян поместите чашки под стеклянные колпаки. Проростки в первой чашке — конт­рольные. Проростки во второй чашке окурите табачным дымом 1 раз, а в третьей — 2—3 ра­за с интервалом в 1—2 дня.

Для окуривания необходимо зажечь в ча­шечке для сжигания табак. Чтобы колпаки до­статочно герметично закрывали чашки с про­ростками, их края смажьте вазелином.

Обычно уже однократной обработки расте­ний табачным дымом достаточно, чтобы у про­ростков гороха листья приобрели бледно-зеле­ную окраску, развился слабый стебель. В тре­тьей чашке растения заметно отстают в росте, окраска листьев бледно-зеленая, стебельки изогнуты (рис. 18).


Рис 18 Влияние табачного дыма на рост растений

а — контроль б — трехкратное окуривание


Задание Сравните влияние табачного дыма на рост растений различного возраста


^ 38. Срастание корневых систем древесных растений

Срастание корней в природных услови­ях происходит у многих видов древесных рас­тений

Для наблюдения этого явления нужны групповые насаждения сосны обыкновенной или березы бородавчатой, дуба черешчатого, клена остролистного возрастом не менее 5 лет, лопата, совок, нож

В 80—100 м от центра группы растений выкопайте траншею глубиной 80—100 см и длиной 1—2 м Стенку

98

траншеи, обращенную к деревьям, осторожно разрушьте и освободите всю корневую систему В корневой системе двух или нескольких растущих очень близко друг к другу деревьев можно наблюдать срастание стержневых корней, врастание бокового корня в стержневой, срастание боковых корней и даже срастание одного корня с корнями не скольких особей (рис 19) Сфотографируйте сросшиеся корневые системы и засыпьте поч­вой обнаженные корни Такие срастания кор­ней аналогичны прививкам побегов растений

Считают, что срастание корней — положи­тельное явление в жизни растений Можно представить себе березовую рощу как единый организм (срастание корней у березы происхо­дит особенно легко из-за гладкой поверхно­сти корней).

Благодаря срастанию корней в природе можно наблюдать удивительное явление


Рис 19 Срастание корней древесных растений живые пни.


Например, в посадках сосны обык­новенной до 50% пней, оставшихся после прореживания посадок, могут быть живыми. Большинство таких пней находится на расстоя­нии 2,5 м от молодого дерева. Причем у живо­го пня функционируют только те корни, кото­рые срослись с живым деревом. Пни, не срос­шиеся корнями с другими деревьями, отмирают через год.


^ 39. Взаимное влияние растений

Помимо абиотических факторов внешней среды (свет, температура, вода, кислород, эле­менты питания), на рост растений оказывают влияние биологически активные вещества, которые выделяются в почву и воздух дру­гими растениями. Явление взаимного влия­ния растений носит название аллелопатии (от греч. «аллелон» — взаимно, «патос» — страдание). Растения могут выделять вещест­ва, которые тормозят (токсины) или ускоряют (стимуляторы) рост других растений.

Для изучения взаимного влияния растений нужны наклюнувшиеся семена пшеницы, овса и ячменя, 4 горшка с почвой.

В 3 горшка посейте раздельно одинаковое количество семян пшеницы, овса, ячменя. В четвертый горшок посейте поочередно семена всех 3 видов растений. Общее количество семян в нем должно быть таким же, как и в контроль­ных горшках.

Через месяц подведите итоги опыта. Рост пшеницы, ячменя и овса в раздельном и сме­шанном посевах происходит по-разному. Растения овса в смешанном посеве отстают

100

Рис 20. Изменение длины корней овса в смешанных с ячменем и пшеницей посевах:

а — контроль, б — посев через зерно, в — посев через ряд


в росте, имеют менее развитую корневую сис­тему по сравнению с растениями, выращенными в раздельном посеве (рис. 20). Это может быть обусловлено конкуренцией за питательные вещества, ведь растения принадлежат к од­ному семейству и имеют сходные биологические свойства. Взаимное влияние растений в посе­ве проявляется также через корневые выде­ления, которые могут стимулировать или угнетать растущие рядом растения. В состав корневых выделений входят минеральные со­единения, органические кислоты, алкалоиды, ферменты, ингибиторы роста негормональной природы, например кумарин, кофейная кис­лота и стимуляторы, например витамины.

101

Под влиянием комплекса токсинов, выделяемых корневыми системами одних расте­ний, может происходить подавление деления и роста клеток, интенсивности процессов фото­синтеза и дыхания соседних растений.

Задание. Определите, как влияют на рост культурных растений сорняки, например пырей ползучий, марь белая, осот огород­ный.


^ 40. Влияние газообразных выделений растений на прорастание семян

Выясните, как влияют летучие выделения растений (фитонциды) на прорастание семян гороха.

Для проведения опыта нужны наклюнув­шиеся семена гороха посевного или другого вида растений, листья комнатных растений (алоэ древовидное, пеларгония зональная), 2 чашки Петри (или пол-литровые банки),

пластилин, ступка с пестиком, фильтроваль­ная бумага.

В центре чашки Петри из пластилина сде­лайте бортик, тщательно приклеивая его ко дну (рис. 21). Вокруг бортика поместите смоченное водой кольцо из фильтровальной бумаги и расположите на нем по периметру ча­шки на равном расстоянии друг от друга 10 семян гороха.

5 г ткани исследуемого растения разотрите в ступке с песком. Поместив кашицу в углуб­ление, ограниченное бортиком, быстро за­кройте чашку и поставьте в теплое место.

В контрольную чашку в углубление вместо кашицы налейте чистую воду.

Регулярно следите за состоянием семян и при необходимости увлажняйте фильтроваль-

102

ную бумагу. Отметь­те, на какие сутки от начала опыта на­блюдается прора­стание семян. Когда корешки в одном из вариантов опыта достигнут 1—1,5 см, проведите учет их длины у каждого семени и вычислите среднюю длину ко­решка, а также про­цент проросших семян.

Средние значения длины корней, про­цент проросших се­мян в каждом ва­рианте занесите в таблицу.

Результаты опы­та показывают, что летучие выделения листьев могут оказывать на прорастание семян и рост корней гороха по­севного как стимулирующее (алоэ древо­видное), так и тормозящее (пеларгония зо­нальная) действие.

В состав летучих соединений, получивших общее название фитонцидов (от треч. «фитон»—растение, «цидо»—убиваю), входят эфирные масла, альдегиды уксусной и пропионовой кислот, метиловый и этиловый спирты, полифенолы и другие соединения.

К образованию комплекса летучих соеди­нений способны все растения, причем повре-

103

Рис. 21. Схема опыта по изучению действия летучих соединений растений на прорастание семян.


ждение клеток усиливает выделение фитонцидов. Именно поэтому при проведении описан­ного выше опыта рекомендуется использовать кашицу, получаемую путем растирания листьев.

Состав и количество химических веществ, выделяемых растениями, специфичны для каждого вида, что сказывается на характере их взаимоотношений. Например, ясень обык­новенный, осина, липа мелколистная, клен ясенелистный подавляют, а береза бородавчатая, клен остролистный — стимулируют рост дуба. Напротив, сосна обыкновенная отрицательно реагирует на выделение газообразных веществ листьями березы бородавчатой.

Химические вещества, выделяемые листь­ями и корнями высших растений, играют важ­ную роль в формировании сообществ расте­ний (фитоценозов).


^ 41. Бактерицидное действие фитонцидов горчицы

Фитонциды растений обладают мощным бактерицидным действием. Например, фитонциды чеснока, лука, хрена, горчицы убивают многие виды бактерий, простейших, низших грибов в течение нескольких минут и даже секунд. Изучите бактерицидные свойства фи­тонцидов горчицы черной.

Для опыта нужна горчица пищевая в виде порошка или пасты, вареное яйцо, колба емкостью 500 мл, пробка с крючком, сургуч.

На дно колбы поместите немного разведен­ной в теплой воде горчицы. На крючок, приде­ланный к пробке, подвесьте в сеточке очищен-

104

ное от скорлупы яйцо. Опустите сеточку с яйцом в колбу таким образом, чтобы оно не касалось слоя гор­чицы, и плотно закрой­те колбу пробкой. Для герметичности можно залить пробку сургучом или пара­фином.

Под действием фи­тонцидов горчицы, ос­новным компонентом которых являются аллилгорчичные масла, происходит стерилиза­ция воздуха у поверх­ности яйца. В атмос­фере летучих выделений горчицы яйцо может сохраняться без признаков порчи продол­жительное время. Описан опыт, в котором ку­риное яйцо в колбе сохранилось свежим бла­годаря горчице в течение 20 лет.

Количество фитонцидов, выделяемых раз­личными растениями, неодинаково. 1 га сос­нового леса выделяет за сутки около 5 кг лету­чих фитонцидов, а можжевелового — около 30 кг. Фитонциды являются одним из факто­ров естественного иммунитета: растение стери­лизует себя продуктами собственной жизне­деятельности.

Задание. Проверьте, используя опи­санную методику, бактерицидное действие фитонцидов чеснока, хрена, лука.


^ РАЗДРАЖИМОСТЬ И ДВИЖЕНИЯ У РАСТЕНИЙ


Для растений движения также естественны, как и для животных. Но поскольку большинст­во растений не способно к перемещению в про­странстве, у многих людей существует пред­ставление об их неподвижности. Даже извест­ный французский биолог Жан Батист Ламарк в свое время дал растениям такое определе­ние: «Растения представляют собой живые организованные тела, части которых никогда не обладают раздражимостью. Они не пере­варивают пищи и не способны двигаться ни под влиянием волн, ни вследствие истинной раздражимости». Заметим, что Ламарк выде­лил 3 основных критерия, по которым разли­чают растения и животных: наличие у живот­ных организмов раздражимости, способности к движению и способности к перевариванию пищи.

Справедливость восторжествовала только в конце XIX в. Исследования Ч. Дарвина в 1865—1880 гг., индийского ученого Д. Ч. Боса в 1895—1937 гг., русских ученых И. Ф. Леваковского и Т. И. Вяземского

106

в 1860—1901 гг. показали, что раздражимость так же свой­ственна растениям, как и животным.

Изучение способности растений к движе­ниям Ч. Дарвин начал сразу же после выхода в свет его знаменитой книги «Происхождение видов путем естественного отбора». На осно­вании изучения более 100 видов лазящих и вьющихся растений, 31 вида хищных расте­ний, принадлежащих к 11 родам, ученый сделaл вывод о способности растений к восприятию раздражения и проведению возбуждения по тканям.

В итоговой книге «Способность к движению у растений» великий естествоиспытатель с удовлетворением заключил: «В настоящий момент мы знаем, что движение растений про­исходит постоянно и что только его размах или направление, или то и другое вместе должны видоизменяться для пользы растения соответ­ственно внешним и внутренним стимулам».

Доказательство единства, физиологической общности процессов раздражимости у расте­ний и животных — одно из величайших дости­жений биологии конца XIX — начала XX в.


^ РАЗДРАЖИМОСТЬ РАСТЕНИЙ


Что же такое раздражимость? Это способ­ность организма воспринимать воздействия внешней и внутренней среды и реагировать изменением процессов жизнедеятельности.

Спектр внешних воздействий, восприни­маемых растением, широк — свет, температура, сила тяжести, химический состав окружающей среды, магнитное поле Земли, механические и электрические раздражения.

У растений так же, как и у животных воспри­ятие раздражения и ответная реакция, напри­мер двигательная, пространственно разоб­щены. Передача раздражения (проведение возбуждения) может осуществляться путем возникновения и распространения по растению электрического потенциала, т. н. потенциала действия.

В существовании электричества у расте­ний можно убедиться на довольно простых опытах.


^ 42. Обнаружение токов повреждения в разрезанном яблоке

Так называемые токи повреждения были впервые обнаружены в конце XVIII в. италь­янским ученым Луиджи Гальвани у животных организмов. Если разрезать отпрепарированную мышцу лягушки поперек волокон и подвести электроды гальванометра к срезу и продольной неповрежденной поверхности, гальванометр зафиксирует разность потенциа­лов около 0,1 В

Первые доказательства существования аналогичных процессов у растений были полу­чены спустя почти 100 лет, когда по аналогии стали измерять токи повреждения на разных растительных тканях. Срезы листьев, стебля, репродуктивных органов, клубней всегда ока­зывались заряженными отрицательно по отно­шению к здоровой ткани.

Итак, вернитесь в 1912 г. и повторите опыт с измерением потенциалов надрезанного яб­лока. Для опыта, кроме яблока, нужен галь­ванометр, способный измерить разность потен­циалов около 0,1 В.

108

Яблоко разрежьте пополам, удалите сердце­вину. Если оба электрода, отведенных к галь­ванометру, приложить к наружной стороне яблока (кожуре), гальванометр не зафикси­рует разности потенциалов. Один электрод перенесите во внутреннюю часть мякоти, и гальванометр отметит появление тока повреж­дения.

Кроме яблока, можно измерить токи по­вреждения, достигающие 50—70 мВ, у сре­занных стеблей, черешков, листьев.

Как показали более поздние исследования, средняя скорость тока повреждения в стебле и черешке составляет около 15—18 см/мин.

В неповрежденных органах биотоки тоже постоянно существуют, но для их измерения нужна высокочувствительная аппаратура.

Установлено, что ткань листа заряжена электроотрицательно по отношению к цент­ральной жилке, верхушка побега заряжена положительно по отношению к основанию, листовая пластинка — положительно по отно­шению к черешку. Если стебель положить горизонтально, то под действием силы земно­го тяготения нижняя часть его становится более электроположительной по отношению к верхней.

Наличие биоэлектрических потенциалов характерно для любой клетки. Разность потен­циалов между вакуолью клетки и наружной сре­дой составляет около 0,15 В. Только в 1 см2 листа может содержаться 2—4 млн клеток, и каждая — маленькая электростанция.

Решающую роль в возникновении расти­тельного, как впрочем и животного, электри­чества играют

109

мембраны клетки. Проницаемость их для катионов и анионов в направ­лении из клетки и в клетку не одинакова. Уста­новлено, что если концентрация какого-либо электролита с одной стороны мембраны в 10 раз выше, чем с другой, то на мембране возни­кает разность потенциалов 0,058 В.

Под действием различных раздражителей проницаемость мембран меняется. Это при­водит к изменению величины биопотенциалов и возникновению токов действия. Возбуждение, вызванное раздражителем, может передаваться по растению от корней к листьям, регулируя, например, работу устьиц, скорость фотосинтеза. При смене освещения, изменении температуры воздуха токи действия могут передаваться и в противоположном направлении — от листьев к корням, что приводит к изменению актив­ности работы корня.

Интересно, что вверх по растению биотоки распространяются в 2,5 раза быстрее, чем вниз.

С наибольшей скоростью возбуждение у растений идет по проводящим пучкам, а в них — по клеткам-спутницам ситовидных трубок. Ско­рость распространения потенциала действия (электрических импульсов) по растению у различных видов не одинакова. Быстрее всех реагируют насекомоядные растения и мимо­за—2—12 см/с. У других видов растений эта скорость значительно ниже — около 25 см/мин.


^ 43. Опыт с зеленой горошиной

Этот опыт впервые был поставлен крупней­шим исследователем проблемы раздражимо­сти растений

110

индийским ученым Д. Ч. Босом. Он показывает, что резкое повышение температуры вызывает в семенах появление токов действия Для опыта нужны несколько зеленых (несозревших) семян гороха посев­ного, бобов, фасоли, гальванометр, препаровальная игла, спиртовка.

Соедините внешнюю и внутреннюю части зеленой горошины с гальванометром. Очень осторожно в бюксе нагрейте горошину (не повреждая) приблизительно до 60°С.

При повышении температуры клеток галь­ванометр регистрирует разность потенциалов до 0,1—2 В. Вот что отметил по поводу этих результатов сам Д. Ч. Бос: если собрать 500 пар половинок горошин в определенном поряд­ке в серии, то суммарное электрическое напря­жение составит 500 В, что вполне достаточно для казни на электрическом стуле.

Самыми чувствительными у растений явля­ются клетки точек роста, находящиеся на верхушках побегов и корней. Многочисленные побеги, обильно ветвящиеся и быстро нараста­ющие в длину кончики корней как бы ощупы­вают пространство и передают информацию о нем в глубь растения. Доказано, что растения воспринимают прикосновение к листу, реаги­руя на него изменением биопотенциалов, перемещением электрических импульсов, из­менением скорости и направления передвиже­ния гормонов. Например, кончик корня реа­гирует более чем на 50 механических, физи­ческих, биологических факторов и всякий раз при этом выбирает наиболее оптимальную програму для роста.

Убедиться в том, что растение реагирует на прикосновения, особенно частые, надоедливые, можно на следующем опыте.


^ 44. Стоит ли трогать растения без надобности

Познакомьтесь с тигмонастиями — дви­гательными реакциями растений, вызван­ными прикосновениями.

Для опыта в 2 горшка высадите по одно­му растению, желательно без опущения на листьях (бобы, фасоль). После появления 1—2 листьев начинайте воздействие: листья одного растения слегка потрите между большим и указательным пальцем 30—40 раз ежедневно в течение 2 недель.

К концу второй недели различия будут видны отчетливо: растение, подвергавшееся механическому раздражению, отстает в росте (рис. 23).

Результаты опыта свидетельствуют, что длительное воздействие на клетки слабыми раздражителями может привести к торможе­нию процессов жизнедеятельности растений.

Постоянным воздействиям подвергаются растения, высаженные вдоль дорог. Особенно чувствительны ели. Их ветви, обращенные к дороге, по которой часто ходят люди, ездят машины, всегда короче ветвей, расположенных на противоположной стороне

Раздражимость растений, т. е. их способ­ность реагировать на разные воздействия, лежит в основе активных движений у расте­ний, которые не менее разнообразны, чем у животных.

Перед тем как приступить к описанию опытов, раскрывающих механизм движения растений, целесообразно ознакомиться с клас­сификацией этих движений. Если растения

112

Рис. 23 Влияние на рост растений механического воздействия


на осуществление движений затрачивают энер­гию дыхания, это физиологически активные движения. По механизму изгиба они подраз­деляются на ростовые и тургорные.

Ростовые движения обусловлены измене­нием направления роста органа. Это сравни­тельно медленные движения, например из­гибы стеблей к свету, корней к воде.

Тургорные движения осуществляются пу­тем обратимого поглощения воды, сжатия и растяжения специальных двигательных (мо­торных) клеток, расположенных у основания органа. Это быстрые движения растений. Они свойственны, например, насекомоядным ра­стениям, листьям мимозы.

Более подробно типы ростовых и тургорных движений будут рассмотрены ниже по мере выполнения опытов.

Для осуществления пассивных (механиче­ских) движений прямых затрат энергии клетки не требуется. В механических движениях в большинстве случаев цитоплазма не участ­вует. Наиболее распространены, гигроско­пические движения, которые вызываются обезвоживанием и зависят от влажности воздуха.

113

^ ГИГРОСКОПИЧЕСКИЕ ДВИЖЕНИЯ

В основе гигроскопических движений лежит способность оболочек растительных клеток к поглощению воды и набуханию. При набу­хании вода поступает в пространство между молекулами клетчатки (целлюлозы) в обо­лочке и белка в цитоплазме клетки, что при­водит к значительному увеличению объема клетки.


^ 45. Движения чешуи шишек хвойных, сухого мха, сухоцветов

Изучите влияние температуры воды на ско­рость движения семенных чешуи шишек.

Для опыта нужны по 2—4 сухие шишки сос­ны и ели, высушенные соцветия акроклиниума розового или гелихризума большого (бессмерт­ники), сухой мох кукушкин лен, часы.

Рассмотрите сухую шишку сосны. Се­менные чешуи подняты, хорошо видны ме­ста, к которым были прикреплены семена (рис. 24).

Опустите половину шишек сосны в холод­ную воду, а вторую — в теплую (40—50 °С). Наблюдайте за движением чешуи. Отметьте

114

Рис. 24. Шишки сосны.


время, которое потребовалось для полного их смыкания.

Достаньте шишки из воды, стряхните и проследите за движением чешуи в процессе высыхания.

Отметьте время, за которое чешуи вернутся в исходное состояние, занесите данные в таблицу:


Объект наблюдения


Температура воды


Продолжительность


10 °С


50 °С


смыкания


размыкания


Шишки сосны


+











Шишки сосны





+








Шишки ели


+











Шишки ели





+








Соцветие бессмертника


+











Соцветие бессмертника





+









115

Повторите опыт с теми же шишками не­сколько раз. Это позволит не только получить более точные данные, но и убедиться в обрати­мости изучаемого вида движений.

Результаты опыта позволят сделать важ­ные выводы:

1) Движение семенных чешуи шишек обус­ловлено потерей и поглощением ими воды. Об этом же свидетельствует прямая зависимость движения чешуи от температуры воды: при ее повышении скорость движения молекул воды возрастает, набухание чешуи происходит быстрее.

2) Чтобы набухание чешуи могло изменить их положение в пространстве, строение и хи­мический состав клеток на внешней и внутрен­ней стороне чешуи должны быть различными. Это действительно так. Оболочки клеток верхней стороны чешуи шишек хвойных более эластичны, растяжимы по сравнению с клет­ками нижней стороны. Поэтому при погружении в воду они поглощают ее больше, быстрее уве­личивают свой объем, что приводит к удлине­нию верхней стороны и движению чешуи вниз. В процессе обезвоживания клетки верхней сто­роны теряют воду тоже быстрее клеток нижней стороны, что приводит к загибанию чешуи вверх.

Интересно наблюдать вызываемые набуха­нием движения листьев кукушкина льна либо других листостебельных мхов. У живых расте­ний листья направлены в сторону от стебля, а у сухих — прижаты к нему. Если опустить су­хой стебелек в воду, через 1—2 мин листья переходят из вертикального положения в гори­зонтальное.

116

Очень красивы движения высушенного соцветия бессмертника. Если сухое соцветие опустить в воду, через 1—2 мин листочки обертки приходят в движение и соцветие за­крывается.

Задание. Сравните скорость движения чешуи шишек различных видов хвойных. Зави­сит ли она от размера шишек? Сравните ско­рость движения чешуи шишек сосны и ели, ли­стьев мхов и листочков обертки соцветия бессмертника, выявите черты сходства и раз­личия.


^ 46. Гигроскопические движения семян. Гигрометр из семян аистника

Гигроскопические движения играют важ­ную роль в распространении семян различных растений.

Изучите механизм самозакапывания семян аистника, перемещения по почве семян ва­силька полевого.

Для опыта нужны семена аистника (грабельника), василька синего, лист плотной бумаги, часы, предметное стекло.

Аистник — распространенное в Белоруссии растение. Свое название получило благодаря сходству плода с головой аиста (рис. 25).

Рассмотрите внимательно строение сухого плода аистника. Доли зрелого коробочковидного плода снабжены длинной остью, в ниж­ней части спирально закрученной. Плод по­крыт жесткими волосками.

На предметное стекло нанесите каплю воды и опустите в нее сухой плод. Закрученная спиралью нижняя часть начинает раскручива-

117

ться и плод, не имеющий опоры на стекле, совершает вращательные дви­жения.

После полного выпрямления ости перенесите плод на сухую часть стекла. По мере высыхания нижняя часть снова закручивается в спи­раль и вызывает вра­щение плода.

Проведите хроно­метраж опыта, срав­нивая скорости про­цессов раскручива­ния и закручивания спирали.

Механизм движе­ния плода аистника тот же, что и чешуи шишек хвойных — различие в гигро­скопичности клеток ости.

Наблюдения за движением плода в капле воды позволя­ют понять поведение его в почве. Ко­гда плод падает на землю, верхний конец ости, загнутый под прямым углом, цепляется за окружающие его стебельки и остается не­подвижным. При закручивании и


Рис. 25. Аистник.


118

раскручивании спирального участка нижняя часть плода с се­менем ввинчивается в землю. Путь назад преграждают жест­кие, отогнутые вниз волоски, покрываю­щие плод.

Чтобы изготовить примитивный гигро­метр, в кусочке кар­тона или дощечке, покрытой белой бу­магой, проделайте отверстие и закре­пите в нем нижний конец плода. Для калибровки прибора сначала высушите, за­тем смочите ость водой и отметьте крайнее положение (рис. 26). Размещать прибор луч­ше на улице, где колебания влажности выра­жены более резко, чем в помещении.

Аистник — не единственное растение, спо­собное к самозакапыванию семян. Сходное строение и механизм распространения имеют ковыли, овсюг, лисохвост.

Плоды василька (семянки с хохолком из твердых щетинок) не способны к самозака­пыванию. При колебаниях влажности почвы щетинки попеременно опускаются и подни­маются, толкая плод вперед.

Задание. Соберите семена василька, лисохвоста, овсюга. Изучите поведение их во влажной и сухой среде, сравните с аист­ником.


Рис 26. Гигрометр из аистника.

119




оставить комментарий
страница3/7
Дата17.10.2011
Размер1,51 Mb.
ТипДокументы, Образовательные материалы
Добавить документ в свой блог или на сайт

страницы: 1   2   3   4   5   6   7
плохо
  1
отлично
  1
Ваша оценка:
Разместите кнопку на своём сайте или блоге:
rudocs.exdat.com

Загрузка...
База данных защищена авторским правом ©exdat 2000-2017
При копировании материала укажите ссылку
обратиться к администрации
Анализ
Справочники
Сценарии
Рефераты
Курсовые работы
Авторефераты
Программы
Методички
Документы
Понятия

опубликовать
Загрузка...
Документы

наверх